Catégories
Actualité pharmacieutique

EXAMEN CONCIS DU SYSTÈME D'ADMINISTRATION DE MÉDICAMENTS LIPOSOMES

Admission Pharma

Cours Pharma

cours de pharmacie

À PROPOS DES AUTEURS
BHANDARI SALONI *, KISHNANI KHUSHBOO, RATHORE KAMAL SINGH
BN College of Pharmacy, Udaipur-Raj. 313001
salonibhandari1996.sb@gmail.com

ABSTRAIT
Les liposomes sont des vésicules bicouches concentriques, qui ont été développées pour la première fois par Bangham et ses collègues en 1961. Ils sont très efficaces et ont une grande capacité de piégeage de médicaments. En raison de leur taille, de leur caractère hydrophobe et lipophile, ils sont les véhicules les plus largement utilisés pour l'administration de médicaments. L'objectif principal de ce système d'administration de médicament est de cibler le médicament directement sur le site d'action afin de prolonger et d'améliorer l'effet du médicament. Les liposomes sont biocompatibles et stables et sont capables de piéger à la fois des médicaments hydrophiles et lipophiles dans son compartiment. La plage de tailles varie de 0,05 à 5,0 µ de diamètre. Diverses techniques de convection utilisées pour la préparation liposomale et la réduction de la taille sont des méthodes de dispersion mécanique, des méthodes de dispersion de solvant et une méthode d'élimination de détergent. En raison de la différence de méthode de préparation et de composition des lipides, les liposomes peuvent être caractérisés en fonction de la taille, de la charge, de la lamellarité, etc. Cet article donne un aperçu des liposomes, des avantages, des inconvénients, du mécanisme d'action, de la classification, de la composition structurelle, de la préparation ainsi que paramètres d'évaluation, applications et aspects futurs.

INTRODUCTION
Au début des années 1960, Bangham et ses collègues ont découvert les liposomes qui sont devenus le système d'administration de médicaments le plus largement utilisé. (Vyas SP et Khar RK (2002)). Les liposomes sont utilisés comme outil thérapeutique dans le ciblage des tumeurs, la thérapie antisens et génique, la vaccination génétique, la modulation immunitaire, la thérapeutique pulmonaire, les infections fongiques et les soins de la peau et les produits cosmétiques topiques. (Vyas SP et Khar RK (2002)). Les liposomes sont des vésicules bicouches concentriques dans lesquelles un volume aqueux est entièrement enfermé par une membrane lipidique bicouche constituée de phospholipides naturels ou synthétiques. «Lipos» signifie graisse et «Soma» signifie corps. (Patel Chirag et al., (2020))

Fig.1: Structure du liposome (Din Fakhar Ud, (2017))

Avantages des liposomes: (Vyas SP et Khar RK (2002) et Patel Chirag et al., (2020))
1. Biocompatible, non toxique, flexible, biodégradable et non immunogène pour les administrations systémiques et non systémiques.
2. Ciblage passif sélectif des tissus tumoraux.
3. Indice thérapeutique et efficacité accrus.
4. Diminution de la toxicité.
5. Libération contrôlée et prolongée.
6. Effet d'évitement du site.
7. L'encapsulation améliore la stabilité.
8. Convient aux médicaments hydrophobes, amphiphatiques et hydrophiles.

Inconvénients des liposomes: (Patel Chirag et al., (2020) et Maripati S. et al., (2014))
Après l'administration IV, les liposomes sont rapidement éliminés du sang par les cellules du système réticulo-endothélial et les cellules Kupfer.
1. Diminution de la stabilité et de la solubilité.
2. Demi-vie biologique plus courte.
3. Augmentez le coût de production.
4. Les phospholipides peuvent subir une oxydation ou une hydrolyse.

MÉCANISME DE FORMATION
La membrane lipidique des liposomes est constituée d'une amphiphile bicouche, de cholestérol et d'une molécule génératrice de charges. (Vyas SP et Khar RK (2002))

Les liposomes se forment lors de l'hydratation des phospholipides (molécules amphiphiles à queue hydrophile et tête hydrophobe). La queue hydrophobe se compose de deux chaînes d'acide gras avec 10-24 atomes de carbone et 0-6 doubles liaisons dans chaque chaîne. L'extrémité polaire, c'est-à-dire la tête hydrophile, est composée d'acide phosphorique lié à une molécule soluble dans l'eau. (Yadav D. et al., (2017))

Lorsqu'ils sont dispersés dans un milieu aqueux, ils s'organisent pour former des feuilles lamellaires où le groupe de tête polaire fait face à l'extérieur de la région aqueuse et les groupes d'acide gras forment une structure de type vésicule sphérique se faisant face, appelée liposomes. La région polaire reste en contact avec la région aqueuse et protège la partie non polaire. (Sharma D. et al., (2018))

L'interaction hydrophile / hydrophobe entre les molécules lipide-lipide ou lipide-eau conduit à la formation de vésicules bicouches qui arrivent à un équilibre thermodynamique dans la phase aqueuse. Cela se produit uniquement lorsque les phospholipides sont hydratés dans l'eau avec un apport d'énergie comme l'homogénéisation, les secousses, la sonication, etc. (Yadav D. et al., (2017) et Sharma D. et al., (2018))
Les paramètres importants affectant la formation de deux couches sont: (Vyas SP et Khar RK (2002))

• L'interaction hydrophobe et la nature amphiphile des principales molécules de phospholipides sont à l'origine de la structure bicouche des liposomes.
• En raison des fortes différences d'énergie libre entre l'environnement hydrophobe et aqueux, la structure bicouche est élevée pour atteindre le niveau d'énergie libre le plus bas.
• Les auto-assemblages super moléculaires peuvent gagner une stabilité maximale en se transformant en vésicules grâce à une géométrie moléculaire spécifique.

CLASSIFICATION
Les liposomes sont produits par différentes méthodes et leur nomenclature dépend de leur méthode de préparation, de leurs fonctions spéciales ou de leurs paramètres structurels. (Vyas SP et Khar RK (2002))

TABLEAU 1: Classification des liposomes

Fig.2: Différents types de liposomes

COMPOSITION STRUCTURELLE
1) Phospholipides
La phosphatidylcholine (PC) est l'un des phospholipides les plus couramment utilisés dans la préparation des liposomes. Il peut être obtenu à la fois à partir de sources naturelles et synthétiques. Il se compose d'un groupe hydrophile avec une choline à groupement ammonium quaternaire, qui est liée via un ester phosphorique à un glycérol. La chaîne hydrogène des molécules lipidiques assure la stabilité de la membrane liposomale (Joshi AJ et al., (2014)). Les phospholipides contenant du glycérol sont le composant le plus couramment utilisé dans la formulation des liposomes (Wu F. et al., (2017)).
Des exemples de phospholipides sont (Deepti SG et al., (2020)):
• Phosphatidyl choline (lécithine) – PC
• Phosphatidyl éthanolamine (céphaline) – PE
• Phosphatidyl sérine (PS)
• Phosphatidyl inositol (PI)
• Phosphatidyl glycérol (PG)

2) Sphingolipides
Les sphingolipides sont une classe de lipides qui font partie intégrante des cellules végétales et animales. (Wu F. et al., (2017)). Les sphingolipides sont formés à partir de palmitoyl coA et de sérine. Cell utilise de la sphingosine pour former du céramide. Les céramides sont des unités structurales de tous les Sphingolipides et sont formés à partir d'une longue chaîne d'acides gras et de sphingosine. Les sphingolipides les plus couramment utilisés sont la sphingomyéline, les glycosphingolipides. Les sphingomyélines ne sont que des types de phospholipides qui n'ont pas de squelette glycérol (Engelking Larry R et al., (2015)).

3) Stérols
Les stérols sont des cholestérols ou des dérivés de cholestérol qui sont utilisés pour diminuer la fluidité bicouche, diminuer la perméabilité de l'eau et augmenter la stabilité de la bicouche dans l'environnement biologique (Rukhsana Yusaf et al., (2014)). Les liposomes sans cholestérol réagissent rapidement avec les protéines plasmatiques telles que l'albumine, le transfert et la macroglobuline, ce qui conduit à extraire les phospholipides en vrac des liposomes, épuisant ainsi la monocouche externe de la vésicule, provoquant une instabilité physique (Shashi Kant et al., (2012)). Dans le rapport de concentration de 1: 1 ou 1: 2, le cholestérol est incorporé dans les phospholipides. Le cholestérol pénètre dans la membrane par son groupe hydroxy face à l'environnement aqueux et sa chaîne bicouche phospholipidique acétyle placée parallèlement à la chaîne acyle au milieu de la bicouche. Par son incorporation, la bicouche lipidique peut être modifiée, augmentant ainsi sa stabilité. L'interaction hydrophile et spécifique du groupe de tête assure une solubilité élevée du cholestérol dans les liposomes des phospholipides (Anwekar Himanshu et al., (2011) et Van Hoogevest P. et al., (2011)).

4) Phospholipides synthétiques (Shashi Kant et al., (2012) et Gallagher ES et al., (2014))
Les phospholipides synthétiques sont un type de phospholipides où des espèces moléculaires spécifiques de groupes de têtes polaires ou d'acides gras sont introduites au moyen d'un processus de synthèse chimique.
Des exemples de phospholipides saturés sont:
• Dipalmitoyl phosphatidyl choline (DPPC)
• Distéaroyl phosphatidylcholine (DSPC)
• Dipalmitoyl phosphatidyl sérine (DPPS)
• Acide dipalmitoyl phosphatidique (DPPA)
• Dipalmitoyl phosphatidyl glycérol (DPPG)
Des exemples de phospholipides insaturés sont:
• Dioléoyl phosphatidyl choline (DOPC)
• Dioléoyl phosphatidyl glycérol (DPOG)
Les phospholipides synthétiques ont été essentiellement conçus pour optimiser les propriétés de ciblage des médicaments des liposomes.

5) Matériaux polymères
Dans la chaîne hydrocarbonée, un phospholipide synthétique avec un groupe diactylénique lorsqu'il est exposé aux UV conduit à la formation de liposomes polymères ayant une barrière de perméabilité plus élevée pour encapsuler des médicaments aqueux. Exemple: Pour d'autres lipides polymérisables – lipides contenant du diène conjugué, du méthacrylate, etc. Plusieurs surfactants polymérisables sont également synthétisés (Shashi Kant et al., (2012)).

6) Lipides porteurs polymères
La stabilité de l'interaction répulsive avec les macromolécules est régie par les forces répulsives. Ainsi, en enduisant la surface des liposomes de polymère chargé, la répulsion peut être induite. Les lipides portant des polymères sont préparés par polymérisation de la membrane lipidique qui stabilise de manière significative l'architecture de la membrane par couplage directement covalent de la molécule lipidique adjacente (Shashi Kant et al., (2012)).
L'oxyde de polyéthylène, l'alcool polyvinylique et la polyoxazoline sont des exemples de polymères non ioniques et compatibles avec l'eau ayant une solubilité plus élevée pendant l'absorption en raison du segment hydrophile et de la partie hydrophobe d'un tel copolymère, entraînant une fuite de liposomes, de sorte que les meilleurs résultats peuvent être obtenus en fixant de manière covalente un polymère aux phospholipides. Exemples: Diacyle Phosphatidyl Ethnolamine avec un polymère PEG lié via une liaison carbone at ou succinate (Gallagher ES et al., (2014)).

7) Lipides cationiques
Le lipide cationique est un amphiphile chargé positivement qui contient trois domaines structurels: i) un groupe de tête hydrophile positivement; ii) une partie hydrophobe composée d'un stéroïde ou de chaînes alkyle; iii) un lieur reliant le groupe de tête cationique à l'ancre hydrophobe (Martin B. et al., (2005)).
Exemples: DODAB / C: bromure ou chlorure de dioctadécyl diméthylammonium.
DOTAP: chlorure de dioléoyl propyl triméthylammonium – un analogue de DOTAP et divers autres comprend divers analogues de DOTMA et des dérivés cationiques du cholestérol (Shashi Kant et al., (2012)).
8) Autres substances (Joshi AJ et al., (2014))
• Dans le cas, si le médicament est sujet à l'oxydation, divers antioxydants sont utilisés tels que le tocophérol, l'hydroxy toluène butylé.
• Divers stabilisants sont utilisés pour former un liposome stable
• Les conservateurs sont également utilisés pour augmenter la durée de conservation de la formulation liposomale.

PRÉPARATION DES LIPOSOMES
Les liposomes sont principalement préparés selon deux méthodes via des techniques de chargement passif et par des techniques de chargement actives.
Les techniques de chargement passif comprennent trois méthodes différentes:
I. Méthode de dispersion mécanique
II. Méthode de dispersion des solvants
III. Méthode d'élimination du détergent

Techniques de chargement passif
I. Méthode de dispersion mécanique (Vyas SP, Khar RK (2002))
1. Hydratation en couches minces par agitation manuelle (MLV) et méthodes sans agitation (ULV)
Ces méthodes impliquent la coulée de lipides sous forme de piles de films à partir de leur solution organique, soit en utilisant un évaporateur rotatif flash sous pression réduite, soit par agitation manuelle suivie d'une dispersion des films coulés dans une solution aqueuse. Lors de l'hydratation, les lipides gonflent et s'écaillent de la paroi du ballon à fond rond et se vésiculent pour former des MLV. Dans le procédé de secouage manuel, l'énergie mécanique est communiquée par agitation manuelle et dans le procédé de non agitation, l'énergie est communiquée en exposant le film à un courant d'azote saturé d'eau pendant 15 min. Le pourcentage d'efficacité d'encapsulation jusqu'à 30% peut être atteint.

2. Micro-fluidisation
La méthode de micro-fluidisation est également connue sous le nom de micro-émulsification, qui est utilisée pour la production à grande échelle de liposomes (Olgo Poposka et al., (2013)). Il s'agit d'une technique relativement nouvelle qui inclut la force des deux flux de suspension de liposomes entrant en collision l'un avec l'autre sous haute pression pour réduire la taille des vésicules. La suspension de phospholipides uniformément hydratée (liposomes unisize) est transférée dans le réservoir. À travers la chambre d'interaction, la suspension de liposomes est pompée sous pression. De plus, pour produire des liposomes plus petits et de taille plus uniforme, la suspension est divisée en deux courants puis recombinée à grande vitesse dans la chambre d'interaction (Vemuri S. et al., (1990)).

La taille moyenne des vésicules du liposome a considérablement diminué à 0,1 et 0,2 µm de diamètre après trois passages dans un micro fluidiseur.

Fig.3: Liposomes préparés par la méthode de micro-fluidisation (Vyas SP et Khar RK (2002))

3. Sonication
La sonication est la méthode la plus utilisée pour la préparation des VUS. À des niveaux d'énergie plus élevés, les vésicules de taille moyenne sont encore réduites. Ici, les MLV sont exposés à une irradiation ultrasonique. (Vyas SP et Khar RK (2002))

Deux types de sonificateurs sont utilisés, à savoir un sonicateur à sonde et un sonicateur à bain. Le sondeur à sonde est utilisé pour les dispersions ayant de l'énergie en petits volumes (par exemple, une concentration lipoïdale élevée ou une phase aqueuse visqueuse). L'énergie fournie par la pointe de la sonde dans la dispersion lipidique est très élevée. Les sonificateurs à bain sont utilisés pour de grands volumes de lipides dilués. (Vyas SP et Khar RK (2002) et Akbarzadeh et al., (2013))

Les VUS préparés sont purifiés par ultracentrifugation. Les inconvénients de la méthode de sonication sont: une faible efficacité d'encapsulation, la pollution des métaux par la pointe de la sonde, la dégradation des phospholipides et la présence de certains MLV et SUV. (Maripati S. et al., (2014))

4. Cellule de pression française
Dans cette méthode, des "liposomes lamellaires uni ou oligo" de taille intermédiaire de 30 à 80 nm de diamètre sont obtenus en fonction de la pression appliquée. (Vyas SP et Khar RK (2002)). Sous haute pression, en passant par un petit orifice, la dispersion des MLV peut être convertie en SUV. Dans la cellule de pression française, la dispersion de MLV est extrudée à environ 20 000 psi à 45 ° C. La méthode est rapide et reproductible. Les liposomes formés par cette méthode sont plus gros que les SUV soniqués. Peu d'inconvénients de cette méthode sont la température élevée requise est difficile à réaliser et les volumes de travail sont plus petits (près de 50 ml au maximum). (V Deepthi et al., (2014) et Argan Nikhil et al., (2012))

Fig.4: Liposome préparé par une cellule de pression française (Vyas SP et Khar RK (2002))

5. Vésicules reconstituées séchées (DRV’S)
Cette méthode implique la lyophilisation d'une dispersion d'un SUV vide suivie de sa réhydratation avec un fluide aqueux contenant le matériau à piéger. (Vyas SP et Khar RK (2002) et Kirby CJ et al., (1980)) Les liposomes formés par la méthode DRV ont un diamètre de 0,1 µm ou moins, c'est-à-dire des liposomes uni- ou oligo-lamellaires. Le piégeage élevé des composants solubles dans l'eau et l'utilisation de conditions douces pour les préparations et le chargement de bioactifs sont les principaux avantages de cette méthode (Gregoriadis G. et al., (1990)).

6. Méthode Freeze Thaw Sonication (FTS) (Vyas SP et Khar RK (2002), Maripati S. et al., (2014), Akbarzadeh et al., (2013) Mayer LD et al., (1985) et Ohsawa T . et al., (1985))
La méthode FTS est un ajout à la méthode DRV classique. Les SUV sont rapidement congelés et décongelés par ponçage à température ambiante pendant 15 minutes, puis soumis à une sonication pendant une courte durée. Les vésicules unilamellaires se forment en raison de la fusion du SUV tout au long des processus de congélation et de décongélation. L'efficacité du piégeage varie de 20% à 30%.

Fig.5: Liposomes préparés par la méthode des vésicules reconstituées séchées (DRV) et la sonication par congélation-décongélation (FTS) (Vyas SP et Khar RK (2002))

Méthode d'extrusion de membrane
L'extrusion de membrane est une technique dans laquelle la suspension de liposomes est passée à travers un filtre à membrane de taille de pore définie afin de réduire la taille des liposomes. Cette technique est utilisée pour traiter les LUV’S et MLV’S. L'équipement est équipé d'une pompe qui pousse le fluide ou la préparation à travers la membrane pour accomplir le processus d'extrusion. Il existe deux types de filtre à membrane pour ce processus, le type à chemin tortueux et le type à piste de nucléation. Divers types d'extrudeuses sont l'extrudeuse Lipex, Extruder®, Avestin liposofastTM 50 etc. Divers paramètres de la méthode d'extrusion sont la pression appliquée, le nombre de cycles, la taille des pores influencent le diamètre moyen et la distribution de taille des liposomes préparés. Le processus est facile, reproductible, inhibe la dégradation des phospholipides, ce qui augmente l'efficacité d'encapsulation de la préparation de liposomes. Le volume encapsulé est de 1-2 litres / mol de lipide. (Vyas SP et Khar RK (2002) et Ong SGM et al., (2016))

II. Méthode de dispersion des solvants
1. Méthode d'injection d'éther
Une solution lipidique est dissoute dans un mélange éther éthanol ou de l'éther diéthylique est injecté lentement à travers une aiguille étroite dans une solution aqueuse de matière à encapsuler à la température de vaporisation du solvant organique ou sous pression réduite, ce qui conduit par la suite à la formation de liposomes. L'exposition du composé à encapsuler à une température plus élevée, conduit à leur dégradation qui peut être évitée en utilisant de l'hydrocarbure fluoré (Ferons) à la place de l'éther. L'efficacité des liposomes formés est relativement faible, bien que le volume encapsulé par mole de lipide reste élevé 8-17 / mol (Akbarzadeh et al., (2013)).

2. Injection d'éthanol
Une injection rapide d'une solution d'éthanol de lipides, à travers une aiguille fine dans un excès de solution saline ou autre milieu aqueux. Pour obtenir un mélange complet, l'infusion est effectuée à un débit élevé afin que l'éthanol soit dilué rapidement dans l'eau et la dispersion de la molécule de phospholipides se produit dans tout le milieu. Cette méthode donne une proportion élevée de SUV’S (~ 25), bien que si le mélange n’est pas suffisamment répandu, des agrégats lipidiques et des vésicules plus grosses peuvent se former (Vyas SP et Khar RK (2002)). Le principal avantage de la méthode est l'utilisation d'un solvant non nocif tel que l'éthanol. Le principal inconvénient de la méthode est la formation d'une population hétérogène (30-110 nm), la formation de liposomes très dilués car l'éthanol forme un azéotrope avec l'eau, il est donc difficile d'éliminer tout l'éthanol et la présence d'une quantité même faible d'éthanol peut conduire à l'inactivation de diverses molécules biologiquement actives (Dua JS et al., (2012)).

Fig.6: Liposomes préparés par la méthode d'injection d'éther et d'éthanol (Vyas SP et Khar RK (2002))

3. Méthode d'évaporation en phase inverse
De manière similaire à la méthode d'injection ci-dessus, plusieurs phospholipides (purs / mélangés avec du cholestérol) peuvent être utilisés dans cette méthode (Thakur Varun et al., (2012)). Dans un ballon à fond rond, le mélange lipidique est ajouté et par l'évaporateur rotatif le solvant est éliminé sous pression. Le système est purgé à l'azote. Le lipide est redissous dans la phase organique, dans laquelle des vésicules en phase inversée se formeront (Szoka Francis et al., (1978)). Le système à deux phases est traité aux ultrasons jusqu'à ce que le mélange devienne clair en une dispersion monophasique, également connue sous le nom de miscells inversés. À l'aide d'un évaporateur rotatif, le solvant organique est éliminé lentement jusqu'à ce que les miscells inversés soient convertis en un état visqueux et des formes de gel. L'état de gel s'effondre à un point critique de ce processus et certains des miscells inversés sont perturbés. Les liposomes résultants sont appelés vésicules d'évaporation à face inversée (REV). Un taux d'encapsulation élevé jusqu'à 50% est le principal avantage de cette méthode. (Vyas SP et Khar RK (2002) et Sharma D. et al., (2018)).

III. Épuisement du détergent (élimination)
En cela, les phospholipides sont achetés en contact intime avec la phase aqueuse via des détergents, qui s'associent aux molécules de phospholipides. Les structures formées en raison de cette association sont appelées «micelles». La forme et la taille des micelles dépendent de la nature chimique du détergent, de la concentration et des autres lipides impliqués. La concentration critique en micelles (CMC) est la concentration de détergent dans l'eau à laquelle les micelles commencent à se former. Au-dessous des molécules de détergent CMC reste en solution libre. Lorsque la concentration de détergent ajouté est augmentée, une plus grande quantité de détergent est incorporée dans la bicouche jusqu'à ce que la conversion des micelles lamellaires en micelles sphériques ait lieu. Lors d'une nouvelle augmentation de la concentration de détergent, la taille des micelles est réduite (Vyas SP et Khar RK (2002)).

B. Chargement actif (à distance)
Dans cette méthode, l'internalisation des liposomes préformés est généralement entraînée par un gradient de pH trans-membranaire. Le pH entourant le liposome permet à une partie du médicament de rester sous forme syndiquée, ce qui lui permet de migrer à travers la couche bilipide. Une fois, à l'intérieur des liposomes, le médicament devient ionisé et est piégé ici en raison de la différence de pH. (Vyas SP et Khar RK (2002))
Les avantages de la méthode de chargement actif par rapport aux techniques d'encapsulation passive sont:
• Une efficacité et une capacité d'encapsulation élevées.
• Une fuite réduite de composés encapsulés.
• Dégradation chimique limitée pendant le stockage.
• Évitement des composés biologiques actifs lors des étapes de préparation dans la dispersion, réduisant ainsi les risques pour la sécurité.

ÉVALUATIONS
Après formulation des liposomes, ils sont évalués pour prédire leurs performances in vitro et in vivo. (Vyas SP et Khar RK (2002), Maripati S. et al., (2014) et Shashi Kant et al., (2012))

La caractérisation des liposomes est principalement classée en trois catégories comprenant les paramètres physiques, chimiques et biologiques. Les paramètres physiques comprennent la taille, la forme, les caractéristiques de la surface, la lamérallité, le comportement des phases et les profils de libération du médicament. Les paramètres chimiques comprennent des études qui prouvent la pureté et la puissance de différents constituants liposomaux. Le paramètre biologique aide à établir l'innocuité et l'adéquation des préparations à usage thérapeutique.
1) Forme et lamellarité des vésicules
La forme des vésicules peut être déterminée à l'aide de diverses techniques de microscopie électronique et peut également être utilisée pour déterminer la taille moyenne des particules. La lamellarité de la vésicule, c'est-à-dire le nombre de bicouches présentes dans les liposomes, est évaluée en utilisant la microscopie électronique à congélation-fracture et l'analyse par résonance magnétique nucléaire 31P.
2) Taille et distribution des tailles des vésicules
Diverses techniques sont décrites dans la littérature pour déterminer la taille et la distribution des tailles. Ces méthodes comprennent la microscopie optique, la microscopie fluorescente. Microscopie électronique, diffusion de lumière laser, spectroscopie de corrélation de photons, perméation de gel et exclusion de gel et Zetasizer. La microscopie électronique est la méthode la plus précise mais prend donc beaucoup de temps.

a) Techniques microscopiques
je. Microscopie optique: La taille des vésicules des grosses vésicules (> 1 µm) peut être déterminée à l'aide d'un microscope à champ lumineux, contraste et fluorescence.
ii. Microscopie électronique à transmission de taches négatives (TEM): L'utilisation de TEM à taches négatives facilite l'estimation de la plage de taille des liposomes à l'extrémité inférieure de la distribution de fréquence. Les taches négatives utilisées dans l'analyse MET sont le molybdate d'ammonium, l'acétate d'uranyle et l'acide phosphotungstique.
iii. Technique de microscopie électronique à transmission cryogénique (Cryo-TEM): Elle a été utilisée pour évaluer la taille des vésicules et la morphologie de surface et également utilisée pour caractériser les formulations liposomales où le médicament est chargé par chargement à distance pour assurer leur stabilité. La méthode implique la fracturation par congélation des échantillons suivie de leur visualisation en utilisant TEM.
iv. Microscopie électronique à rupture de gel: Elle est principalement utilisée pour déterminer les caractéristiques de la surface et la lamerallité. Il peut également être utilisé pour calculer le vrai diamètre des vésicules.

b) Techniques de diffraction et de diffusion
je. Diffusion de la lumière laser: les techniques de diffusion de la lumière quasi-élastique basées sur le laser sont utiles pour analyser les populations de particules colloïdales homogènes. Cette technique est basée sur la cohérence temporelle de la lumière diffusée par une vésicule. Il peut être appliqué à des systèmes de diamètre moyen inférieur à 1 µm.

c) Techniques hydrodynamiques
Ces techniques comprennent la perméation de gel, le fractionnement en champ et les techniques d'ultracentrifugation.

3) Charge de surface
Le potentiel zêta et l'électrophorèse en flux libre sont utilisés pour étudier la charge à la surface des vésicules. La charge superficielle des vésicules est calculée à partir de la mobilité de la dispersion liposomale dans un tampon approprié.

4) Efficacité d'encapsulation
Il détermine la quantité et le taux de piégeage d'agents solubles dans l'eau dans le compartiment aqueux des liposomes.
APPLICATIONS (Vyas SP et Khar RK (2002), Maripati S. et al., (2014) et Shashi Kant et al., (2012))
1. Les liposomes en tant que véhicules de livraison de protéines / médicaments:
• Biodistribution et pharmacocinétique modifiées
• Libération in situ soutenue et contrôlée du médicament.
• Thérapie de remplacement enzymatique
• Maladies de stockage lysosomales
• Solubilisation accrue des médicaments
• Biodistribution et pharmacocinétique modifiées
2. Liposomes dans les maladies génétiques:
• Thérapie génique et antisens
• Vaccination ADN
3. Les liposomes comme porteurs de vaccins.
4. Les liposomes comme porteurs de médicaments dans le traitement oral.
5. Liposomes pour applications topiques.
6. Liposomes pour l'accouchement pulmonaire.
7. Liposomes contre la leishmaniose.
8. Liposomes pour l'administration ophtalmique de médicaments.
9. Liposomes en immunologie:
• Immun adjuvant
• Modulateur immunitaire
10. Les liposomes comme substituts sanguins artificiels.
11. Liposomes dans les bioréacteurs et technologie d'immobilisation enzymatique.
12. Liposomes dans les traitements antifongiques, antimicrobiens et antiviraux

ASPECTS FUTURS (Rukhsana Yusaf et al., (2014), Gatt S. et al., (1991) et Kuhlencord A. et al., (1992))
Compte tenu du système d'administration de médicaments liposomaux à l'avenir, de nouveaux médicaments peuvent être convertis en liposomes convectionnels avec une circulation améliorée. La livraison de ribozymes et d'oligonucléotides est également assurée à l'avenir. Les allergènes encapsulés et les liposomes artificiels à base de sang sont les futurs candidats au développement et sont utilisés dans le traitement des allergies comme désensibilisateurs. L'immunothérapie, le test de diagnostic et la distribution ciblée de médicaments sont trois domaines majeurs à améliorer à l'avenir. En utilisant un kit liposomal avec une composition synthétique de bicouche lipidique, pour la mesure, des résultats reproductibles peuvent être obtenus. Les industries alimentaires, cosmétiques, nutritionnelles et d'enrobage, etc. sont à l'avenir différents domaines de développement liposomique. La libération spatiale et temporelle de médicaments encapsulés dans des liposomes au site d'action est l'une des voies qui appellent à une amélioration future des traitements.

TABLEAU 2: Liste des produits liposomaux à usage commercial avec leurs indications (Harshita Gupta et al., (2019))

CONCLUSION
Les liposomes ont été identifiés comme des systèmes de transport et des outils extrêmement utiles pour l'administration ciblée de médicaments. Les liposomes obtiennent des recommandations cliniques en raison de leur meilleure distribution de médicaments aux endroits malades. Les liposomes présentent un intérêt particulier en tant que systèmes d'administration intracellulaire pour les molécules anti-sens, les ribosomes, les protéines / peptides et l'ADN. Le comportement flexible des liposomes et leurs toxicités réduites sont utilisés pour la délivrance de médicaments par toute voie d'administration et pour tout médicament ou matériau indépendamment de leurs propriétés physiochimiques. Cependant, sur la base des applications pharmaceutiques et du produit disponible, nous pouvons dire que la livraison de médicaments liposomaux a une grande promesse à l'avenir et est sûr de subir de nouveaux développements.

RÉFÉRENCES
1. Akbarzadeh et al. «Lettres de recherche à l'échelle nanométrique»; 2013, 8: 102; Page 4-9 http://Www.Nanoscalereslett.Com/Content/8/1/102.
2. Anwekar Himanshu, Patel Sitasharan et Singhai A. K (2011); «Liposome – en tant que porteurs de médicaments»; Journal international de pharmacie et des sciences de la vie; 2 (7); 945-951.
3. Argan Nikhil, Harikumar SL, Nirmala (2012); «Topicsl Liposomal Gel: a Novel Drug Delivery System»; IJRPC; 2 (2); 383-391.
4. Deepti SG. Disponible sur https://www.pharmatutor.org/articles/liposomes-overview-novel-trend-drug-delivery. Récupéré le 24 mars 2020.
5. Din Fakhar Ud (2017); «Utilisation efficace des nanoporteurs comme systèmes d'administration de médicaments pour le traitement de certaines tumeurs»; Journal international de nanomédecine; 12; 7291-7309 Http://Dx.Doi.Org/10.2147/IJN.S146315.
6. Dua JS, Rana AC, Bhandari AK (2012); «Liposome: méthode de préparation et applications»; Journal international d'études pharmaceutiques; 3 (2); 14-20.
7. Engelking Larry R (2015); «Textbook of Veterinary Physiological Chemistry», 3e édition. Academic Press, États-Unis; Https://Doi.Org/10.1016/B978-0-12-391909-0.50059-1.
8. Gallagher ES, Mansfield E, Aspinwall CA (2014); «Membranes phospholipidiques stabilisées en chromatographie: vers des phases stationnaires membranaires fonctionnalisées par des protéines»; Anal Bioanal Chem .; 406 (9-10); 2223–2229.
9. Gatt S, Bercovier JH et Barenholz Y. (1991); «Utilisation des liposomes pour lutter contre les déversements d'hydrocarbures et leur application potentielle à la bioréclamation, dans: On Site Bioreclamation, Eds R.E. Hinchee et R.F. Olfenbuttel (Butterworth, Stoneham); 293–312.
10. Gregoriadis G, De Silva H, Florence AT; (1990); International Journal of Pharm .; 65; 235.
11. Harshita Gupta, Harsha Gupta, Suchandra Goswami, Diptendu Goswami (2019); "Un examen mis à jour sur: Système d'administration de médicaments liposomaux"; dans Journal of Advances and Scholarly Researches in Allied Education; 16 (6); 702-709. http://ignited.in//J/JASRAE/6/16.
12. Joshi AJ, et al. Liposomes: «Tendances émergentes dans la livraison de nouveaux médicaments avec les défis actuels et futurs». IJPBA.2014; 6 (2): 3-8.
13. Kirby CJ, Gregoriadis G. (1980); Sciences de la vie; 27; 2223.
14. Kuhlencord, A, Maniera, T, Eibl, H et Unger, C; «Antimicrob. Agents Chemother. " 36: 1992, 1630-1634.
15. Maripati S, Umashankar K, Reddy PJ; «Un examen des liposomes»; Journal international de recherche en pharmaceutique et en nanosciences; 2014; 3 (3); 159-169.
16. Martin B, Sainlos M, Aissaoui A, Oudrhiri N, Hauchecorne M, Vigneron JP, Lehn JM, Lehn P (2005); «La conception de lipides cationiques pour la livraison de gènes»; Conception pharmaceutique actuelle; 11 (3); 375-394.
17. Mayer LD, Hope MJ, Cullis RP, Janoff AS. (1985); Biochim. Biophys. Acta 817; 193.
18. Ohsawa T, Miura H, Harada K, (1985); Pharm. Taureau. 33, 2916.
19. Olgo Poposka, Klopcevska Zoran, Rafajlovaka Vesna (2013); «Un aperçu: méthodes de préparation et de caractérisation des liposomères en tant que système d'administration de médicaments»; Journal international de Pharm. Recherche phytopharmacologique; 3 (3); 182-189.
20. Ong SGM, Chitneni M, Lee KS, Ming LC, Yuen KH (2016); «Évaluation de la technique d'extrusion pour nanosizing Liposomes»; Pharmacie; 8 (4); 36.
21. Patel Chirag. Disponible sur https://www.pharmatutor.org/articles/liposomes-novel-drug-delivery-carrier. Récupéré le 27 avril 2020.
22. Rukhsana Yusaf et al .; «Composants structurels des liposomes et outil de caractérisation»; Journal indo-américain de recherche pharmaceutique 2014: 4 (08).
23. Sharma D, Ali AAE, Trivedi LR; «Un examen mis à jour sur: les liposomes comme système d'administration de médicaments»; Pharmatutor; 2018; 6 (2); 50-62.
24. Shashi Kant, Satinder Kumar, Parashar Bharat (2012); «Un examen complet sur: les liposomes»; Journal international de recherche en pharmacie; 3 (7); 10-16.
25. Szoka Francis, Papahadjopoulos D. ¬ (1978); «Procédure de préparation de liposomes avec un grand espace aqueux interne et une capture élevée par évaporation en phase inverse»; Traitements de la National Academy of Sciences of America; 75 (9); 4194-4198
26. Thakur Varun, Arora Sonia, Prashar Bharat, Patil Vishal (2012); «Niosomes et liposomes – Approche vésiculaire vers l'administration transdermique de médicaments»; Journal international des sciences pharmaceutiques et chimiques; 1 (3); 981-993.
27. V Deepthi et AN Kavithr (2014); «Système d'administration de médicaments liposomaux – une revue»; RGUHS J Pharma Sci .; 4 (2); 47-56.
28. Van Hoogevest P et Wendel A (2011); «L'utilisation de phospholipides naturels et synthétiques comme excipients pharmaceutiques»; European Journal of Lipid Science and Technology; 116(9); 1088-1107.
29. Vemuri S, Yu Ching D, Wangsatorntanakun V, Roosdorp N (1990); “ Large-Scale Production of Liposomes by a Microfluidizer”; Drug Dev Ind Pharm; 16(15); 2243–2256.
30. Vyas SP, Khar RK (2002), “Targeted and Controlled Drug Delivery”, 1st Edition. CBS Publishers; New Delhi.
31. Wu F, Bhansali SG, Tamhane M, Kumar R., Vathy LA, Ding H, Yong K, Bergey EJ, Prasad PN (2012); “Noninvasive Real-Time Fluorescence Imaging of Lymphatic Uptake of BSA-IR Dye 680 Conjugate Administered Subcutaneously in Mice”; Morris MEJ Pharm Sci.; 101(5); 1744-54.
32. Yadav D, Sandeep K, Pandey D, Dutta RK (2017); “Liposomes for Drug
Delivery”; J Biotechnol Biomater 7: 276.

NOW YOU CAN ALSO PUBLISH YOUR ARTICLE ONLINE.

SUBMIT YOUR ARTICLE/PROJECT AT admin@pharmatutor.org

FIND OUT MORE ARTICLES AT OUR DATABASE


Laisser un commentaire

Votre adresse de messagerie ne sera pas publiée. Les champs obligatoires sont indiqués avec *